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实验动物的基本操作技术


来源:实验生理科学实验中心 发布时间:2011-10-21 查看次数:22062

第一节  实验动物的编号、捉拿与固定

一、实验动物的编号

较大动物如兔、猫、狗等,可用号码牌挂在动物颈部,或将特制的铝质标牌固定在耳壳上。小鼠、大白鼠及豚鼠一般用3%~5%苦味酸溶液涂于体表不同部位的毛上。原则是:先左后右,从上到下,从前到后。例如1-左前肢,2-左腹部,3左后肢,4头部,5背部,6尾部,7右前肢,8右腹部,9右后肢,10空白等(31)

 

 

 

                        3-1  小白鼠的编号

 

     二、实验动物的捉拿与固定

    (一)小鼠

    用右手提起小鼠尾部,放在实验台上,当其向前爬行时,左手抓住两耳及头颈部皮肤,再置小鼠于左手心,拉直四肢并用手指夹住肢体固定。右手可行注射或其它操作(图3-2)。

    (二)大鼠

    右手轻轻抓住大鼠尾部向后轻拉,左手抓紧鼠两耳及头颈部皮肤,并将其固定在左手中,右手可行注射或其它操作(图3-3)。

                                      

              

  

3-2  小鼠抓取方法                   3-3  大鼠抓取方法

    (三)兔

    正确的抓取兔的方法见(图3-4B)。

    固定兔的方法依实验需要而定。分兔台固定、马蹄铁固定和立体定位仪固定等。

     3-5为兔台固定,将兔仰卧,四肢用粗线绳一端缚扎于前后肢的踝关节以上部位,两前肢线绳在背后交叉穿过,分别固定在兔台两侧;两后肢左右分开,固定在兔台尾端。兔头可用特制的兔头夹固定。

                      

 3-4  兔抓取方法

                   A.错误的抓取方法;B.抓取的抓取方法 

 

    进行头颅部实验时,常用马蹄铁或立体定位仪进行固定。图1-9为马蹄铁固定法,先剪去两侧眼眶下部的一小块皮毛,将马蹄铁两侧的尖头金属棒嵌在小孔中,左右对称旋紧固定金属棒的螺丝;前端中间的金属棒尖端嵌在两上门齿的齿缝之间,旋紧固定金属棒的螺丝。此时兔头被三点固定法牢固的固定在马蹄铁上,若想使头部上仰或下俯,可上下调节前端中间的金属棒。

 

           图3-5兔台固定法、马蹄铁固定法

()蟾蜍

一般左手抓蟾蜍。将蟾蜍后肢拉直,前肢置于腹部握于掌内,食指压在        头前部(图3-6)。

                  

   

 

 3-6 蟾蜍的捉拿方法

 

                        第二节 实验动物的给药方法

 一、注射法

    (一)静脉注射

    静脉注射时,首先应将注射的静脉部位的毛去除,手指轻弹血管及压迫静脉近心端阻断血流使静脉充盈,然后以正确注射的方法进行静脉穿刺外,还应注意以下事项:

    ①不要注入空气,在注射前须将注射器内的空气排出,以免将空气注入静脉内形成气栓。

    ②注射器的刻度面应朝上,以便读数。针尖的斜面应朝上,便于刺入。

    ③注射速度应尽量慢而均匀,否则易导致动物死亡。

        ④应先选用静脉远端注射,逐次移向近端,以多保留完好静脉作重复穿刺用。

    1.兔耳缘静脉注射   兔的常用静脉注射部位为耳缘静脉(图3-7)。注射前先拔掉耳背面外缘部位的毛,用水湿润局部,手指轻弹血管使静脉充盈(助手压迫静脉近心端充盈更佳)。一手拇指和无名指固定兔耳远端,另一手持注射器于静脉远心端(尽量在静脉末端进针,以备重复穿刺)刺入皮下,而后针尖沿血管走向刺入静脉。因兔耳缘静脉比较细,不一定有回血。然后,固定兔耳的手将针尖固定在兔耳上,缓缓推注药物入静脉。如手感推注困难,或发现注射部位局部肿胀、变白,则说明针尖没有刺入静脉,药液注在皮下,此时,应将针尖拔出并重新注射。注射完毕后,拔出针头,压迫止血12min

    2.小鼠尾静脉注射   将小鼠固定(可置于固定筒内,鼠尾外露),用酒精或二甲苯棉球涂擦尾部,或将鼠尾在50C热水中浸泡半分钟,使其血管扩张。用一手拉住尾尖,选择一条扩张最明显的静脉,一手持注射器,将针头刺入血管,推入药液。如推注时手感有阻力,且局部变白表明针头没有刺入血管,应拔针后重新穿刺。

   (二)腹腔注射

进行兔、猫、狗大动物腹腔注射时,可使动物仰卧,在腹部后1/3处略靠外侧,针头垂直刺入腹腔,回抽注射器无回血、无尿液、无消化道内容物时,即可将药物推入腹腔。进行大鼠、小鼠等小动物腹腔注射时,可用手抓取并固定动物后,注射器从腹部向头方向刺入腹腔,回抽注射器无回血、无尿液、无消化道内容物时,再将药物推入腹腔(图3-8)。

                 图3-7兔耳静脉注射法   

(三)皮下注射

皮下注射的常选部位为背部皮下。小鼠皮下注射可由两人合作,一人左手抓住小鼠头部皮肤,右手拉住鼠尾;另一人左手捏起背部皮肤,右手持注射器,将针头刺入背部皮下。如果一人操作,可将小鼠置于铁丝网上,左手抓小鼠,以拇指和额食指捏起背部皮肤,右手持注射器刺入背部皮下。大动物皮下注射时需固定。为避免药液外溢,进针和退针要快。                 

 

3-8  小鼠腹腔注射法

 

(四)蟾蜍淋巴囊注射

蟾蜍淋巴囊有数个(图3-9),注入药物易吸收。一般注射部位为胸、腹或股淋巴囊。由于其皮肤很薄缺乏弹性,注射后药物易从针孔溢出,所以胸部淋巴囊注射时应将针头插入口腔,由口腔底部穿过下颌肌层进入淋巴囊,将药物注入。

 

 3-9  蟾蜍淋巴囊分布

二、 灌胃法

(一)小鼠灌胃法

以左手捉拿小鼠,使腹部朝上,颈部拉直。右手持配有灌胃针头的注射器,自口角处插入口腔,再从舌面紧沿上腭进入食管。如手法正确,不难成功;若遇阻力,应退出后再插。不能用强力猛插,以免刺破食管或灌入气管,造成动物死亡。

(二)家兔灌胃法

    需两个人合作进行。一人取坐位,用两腿夹持兔身,左手握住家兔双耳,右手抓住两前肢;另一人将木制开口器横插兔口内,压住舌头并固定之。取10号导尿管从开口器中部小孔插入食道。插管时易误入气管,区别方法主要是谨慎观察插管后动物的反应,插入气管时可引起剧烈挣扎和呼吸困难;也可将导尿管的外端浸入水中,观察有无气泡,有气泡表明插入气管。当判明导尿管确在食管内,取注射器接在导尿管上,将药物缓慢推入,再推注少量空气,使导尿管中不致有药液残留,慢慢拔出导尿管,取出开口器(3-10)

 

 

3-10   灌胃法图示

          

 第三节 实验动物的麻醉方法

 

一、实验动物的麻醉

    麻醉是为了在实验或手术过程中减少动物的疼痛,保持其安静。麻醉药的种类繁多,作用原理不尽相同,应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质,慎重选择。

   (一)麻醉方式

    1.注射麻醉:

    1)静脉注射:是全身麻醉的一种常用方法,也是常用的给药方法。安装注射器时,针头缺口与注射器刻度在同一个方向上,这样当针头刺入静脉血管时,其缺口与注射器刻度都朝上以利于注射药液顺利进入血管,也便于观察注射剂量与速度。静脉注射没有明显的兴奋期,几乎立即生效,容易控制麻醉深度,掌握用药剂量。但也要注意:抽取药液后应排净注射器内的空气,以免将空气注入血管引起栓塞;注入药物的速度一般要慢;为避免发生麻醉意外(呼吸暂停,心脏停跳,甚至死亡),可先缓慢注入药物总剂量的45,剩下的15根据麻醉深度决定是否应该继续注入。注射部位因动物种类而异:

    ①大白鼠和小白鼠:可取尾静脉注射。鼠尾背腹侧及两侧共有四根血管,腹侧为动脉,其余为静脉。注射时,宜先用鼠固定器固定鼠体,让鼠尾露出。宜选用45号针头,选择最粗的一根血管刺入。

    ②家兔:常取耳缘静脉为注射部位。耳缘静脉沿耳背内侧行走。首先剪毛,使血管显现,然后用左手中指和食指夹住兔耳根部,拇指和无名指捏住耳尖,右手持注射器,针头与血管成20角,从耳尖部进针。兔耳皮肤薄,耳缘静脉表浅,因此进针不能太深,以免刺破血管,当见到有血液反流入注射器内,表示穿刺成功,此时用左手拇指按压住针头,固定之,右手将药液缓慢推入。

    ③狗:通常注射部位有两个:一是后肢外侧的小隐静脉,该静脉在胫腓骨远端自前向后行走;一是前肢内侧的头静脉,其口径比小隐静脉粗,都位于皮下。注射时,先用狗头夹固定头部以防咬人。然后剪毛,用胶皮带捆绑近心端,使静脉充盈,将注射针头刺入血管,回抽有血时,松带,即可注入麻醉药。   

    2)腹腔注射:与静脉注射相比,腹腔注射操作简便易行。狗、兔等较大动物腹腔内注射时可由助手固定动物,使腹部朝上,然后在后腹部外侧约13处进针,回抽,判断针头确在腹腔内,即可注入药物。大、小白鼠腹腔内注射麻醉药一人操作即可。操作者事先用注射器抽取麻醉药,左手拇指与食指捏住鼠耳及头部皮肤,无名指与小指夹住鼠尾,腹部朝上固定于手掌间,右手持注射器从后腹部朝头的方向刺入,回抽,判断针头确在腹腔内,即可注射药液。

    腹腔注射麻醉药物由肠系膜吸收入血,经门静脉入肝再进入心脏,然后才能到达中枢神经系统。因此,麻醉作用发生慢,有一定程度的兴奋期,麻醉深度不宜控制,只有静脉注射麻醉失败后才进行。注射时应注意:进针角度因动物大小而有不同,较大动物针头可与腹壁垂直;鼠类宜使针头与腹壁成30°夹角,一定要回抽,若回抽到血液、粪便、尿液表示针头已刺入脏器,必须拔出重刺;不要将全身麻醉药注入皮下;所用针头不宜太大,以免注射后药液自针孔流出。

    3)皮下注射:是常用的局部麻醉方法。这种方法是在手术前,用2ml注射器套上6号针头将局部麻醉药(普鲁卡因)注入手术部位的皮下,并轻加压,使药液扩散,即可手术。

    4)肌肉注射:常用于鸟类。取胸肌注射药液。

    5)淋巴囊注射:两栖动物全身有数个淋巴囊,注射麻醉药液易吸收,发生麻醉作用较快。在所有淋巴囊中,以腹部和头部最常用。

    2.吸入麻醉:小白鼠、大白鼠和家兔常用乙醚吸入麻醉。把510m1乙醚浸过的脱脂棉或纱布铺于麻醉用的容器内,最好为透明容器,以利于观察,将实验动物置于容器内,容器加盖。约2030s动物进入麻醉状态,然后可将一大小合适的烧杯内放入适量的乙醚棉球后,套于实验动物的头部,再进行实验操作,可延长麻醉时间。

    (二)麻醉效果的观察

    动物的麻醉效果直接影响实验的进行和实验结果。如果麻醉过浅,动物会因疼痛而挣扎,甚至出现兴奋状态,呼吸心跳不规则,影响观察。麻醉过深,可使机体的反应性降低,甚至消失,更为严重的是抑制延髓的心血管活动中枢和呼吸中枢,使呼吸、心跳停止,导致动物死亡。因此,在麻醉过程中必须善于判断麻醉程度,观察麻醉效果。判断麻醉程度的指标有:

    1.呼吸:动物呼吸加快或不规则,说明麻醉过浅,可再追加一些麻醉药,若呼吸由不规则转变为规则且平稳,说明已达到麻醉深度。若动物呼吸变慢,且以腹式呼吸为主,说明麻醉过深,动物有生命危险。

    2.反射活动:主要观察角膜反射或睫毛反射,若动物的角膜反射灵敏,说明麻醉过浅;若角膜反射迟钝,麻醉程度适宜;角膜反射消失,伴瞳孔散大,则麻醉过深。

    3.肌张力:动物肌张力亢进,一般说明麻醉过浅,全身肌肉松弛,麻醉合适。

    4.皮肤夹捏反应:麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹捏动物皮肤,若反应灵敏,则麻醉过浅;若反应消失,则麻醉程度合适。

    总之,观察麻醉效果要仔细,上述四项指标要综合考虑,在静脉注射麻醉时还要边注入药物边观察。只有这样,才能获得理想的麻醉效果。

    (三)几种常用的麻醉药及其用法

 

1.氨基甲酸乙酯(乌拉坦):常用于兔、狗、猫、蛙类等动物。本药易溶于水,常配成20%或25%的注射液,注射时可先快后慢,一次给药可维持45h,麻醉过程较平稳,动物无明显挣扎现象,但动物苏醒慢,麻醉深度和使用剂量较难掌握。

2.巴比妥类:用于动物实验的主要有三种:戊巴比妥钠,苯巴比妥钠,硫喷妥钠。其中最常用的是戊巴比妥钠,常配成3%一5%的注射液。此药作用发生快,持续时间35h。配制方法:戊巴比妥钠35g加入95%乙醇溶液lOml,加温助溶(不可煮沸)后,再加入09%氯化钠溶液至lOOml。静脉注射时,前13剂量可推注,后23剂量则应缓慢注射,并密切观察动物的肌紧张状态,呼吸变化及角膜反射。动物麻醉后常因麻醉药的作用以及肌肉松弛和皮肤血管扩张而致使体温缓慢下降,所以应设法保温,不使肛温降至370C以下。几种常用的麻醉药及其用法见表31

3-1  常用麻醉药剂量和给药途径

药物名称

给药途径

剂量(mg/kg

大白鼠

小白鼠

戊巴比妥钠

iv

2535

2535

2540

 

4070

ip

2535

2535

 

4050

 

im

3040

 

 

 

 

苯巴比妥钠

iv

80100

80100

100160

 

 

ip

80100

80100

150200

 

 

硫喷妥钠

iv

2030

2030

3040

 

 

ip

 

5060

6080

 

 

氯醛糖

ip

100

5070

6080

50

50

iv

100

60

80100

60

60

氨基甲酸

iv

10002000

2000

1000

 

 

乙酯

ip

10002000

2000

1000

1250

1250

sc

 

2000

10002000

10002000

10002000

氨基甲酸乙酯+

iv

 

 

400500

 

 

醛糖

ip

 

 

+4050

100+10

100+10

水合氯醛

iv

100150

100150

5070

 

 

ip

 

 

Sc或灌肠

250300

250300

1000

400

400

 

 

 

    3.氯醛糖:此药溶解度小,常配成1%水溶液,使用前需在50'C水浴锅中加热使其全部溶解,但不宜直接加热,更不能煮沸,以免影响药效。加温后不宜久置,以免沉淀而失效。配制时若加入适量硼砂,可提高其溶解度和稳定性。一般取氯醛糖1Z,硼砂2g,加水至lOOml

    4.普鲁卡因:局部注射麻醉药。手术前,常用1%或2%水溶液注入手术部位皮下或肌肉,阻断神经纤维的传导,提高感受器官的感觉阈值,因而能够耐受手术操作。

5.乙醚:吸入性麻醉药,可用于各种动物,尤其是时间短的手术或实验,吸入后2030s开始发挥作用。其特点是,麻醉深度易掌握,较安全,麻醉后苏醒快,但麻醉时有明显的兴奋现象,且对呼吸道黏膜有较强的刺激分泌作用,使黏液分泌增加,易阻塞呼吸道而发生窒息。乙醚为无色,易挥发,有刺激性气味的液体,易燃烧和爆炸,在光和空气作用下,可生成乙醛或过氧化物而具有较大毒性,因此,开瓶后不能久置。

    二、麻醉剂的选择

    麻醉的目的是使动物在手术与实验中免除痛苦,保持安静,以使实验顺利进行。麻醉方法可分为局部和全身两种,后者为动物急性实验时采用。理想的麻醉剂应具备以下三个条件:①麻醉完善,使动物完全无痛,麻醉时间能满足实验要求;②对动物的毒性及所观察的指标影响最小;③应用方便。

    由于不同种属的动物对不同麻醉剂的敏感性不同,各种麻醉剂对动物生理机能的影响以及麻醉时间也不一样,故选用适当的麻醉剂,对能否完成实验是很重要的。实验动物常用麻醉剂的剂量和用法见。

    三、使用麻醉剂的注意事项

    ()注意动物个体差异  不同的动物个体对麻醉剂的耐受性不同。在使用麻醉剂时,必须密切注意观察动物的状态,以决定麻醉药用量。麻醉的深浅,可根据呼吸的深度和频率、角膜反射的敏感度、四肢和腹壁肌肉的紧张性以及皮肤夹捏反应等指标进行判断。当上述指标明显减弱或消失时,应立即停止给药。

    另外,麻醉剂量往往与动物的种类、健康状况有关。如灰兔比大白兔抵抗力要强;妊娠兔对麻醉药的耐受量较小,如按常规剂量麻醉往往会过量,使用时应酌减原剂量。

   (二)注意给药速度  在采用静脉注射麻醉药时,注射速度应缓慢;或者药量的前一半快速注入,使其迅速渡过兴奋期,后一半药缓慢注入。如果没有把握,最好不要给全量,麻醉稍浅可追加药量,否则注射过速,用药过量,易导致动物死亡。

   (三)注意麻醉剂的新鲜度  麻醉剂配制时间过久,发生絮状混浊及冷天有结晶沉淀,均不宜使用。后者经加热,结晶溶解还可使用。

   (四)注意补加麻醉剂的方法  当麻醉深度不够,动物出现挣扎、呼吸急促等反应,可临时适当补加麻醉剂,一般每次补加剂量不宜超过注射总量的11015

   (五)注意体重与麻醉剂量的关系  麻醉前一定要先称动物体重,然后严格按照参考剂量给药。

    (六)注意麻醉过量的处理  当麻醉过量时,动物呼吸慢而不规则,甚至呼吸停止,血压下降,心跳微弱或停止。此时应立即进行抢救,如进行人工呼吸和心脏按摩,必要时用苏醒剂。

 

 

             第四节 实验动物的取血与处死方法

 

一、实验动物的取血

  (一)家兔

   1.耳缘静脉取血法

    选好耳缘静脉,拔去被毛,用二甲苯或酒精涂擦局部,小血管夹夹紧耳根部,使血管充血扩张。术者持粗针头从耳尖部血管,逆回流方向刺入静脉内取血,或用刀片切开静脉,血液自动流出,取血后棉球压迫止血,取血量23ml。压住侧支静脉,血液更容易流出;取血前耳缘部涂擦液体石蜡,可防止血液凝固。

  2.耳中央动脉取血法

  家兔固定箱内,用手揉擦耳部,使中央动脉扩张。左手固定兔耳,右手持注射器,中央动脉末端进针,与动脉平行,向心方向刺入动脉。一次取血量15ml。取血后棉球压迫止血。注意兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩。抽血前要充分使血管扩张,在痉挛前尽快抽血,抽血时间不宜过长。中央动脉末端抽血比较容易,耳根部组织较厚,抽血难以成功。

  3.后肢胫部皮下静脉取血法

    家兔固定于兔台上,剪去胫部被毛,股部扎止血带,胫外侧皮下静脉充盈。左手固定静脉,右手持注射器,针头与静脉走向平行,刺入血管后回抽针栓即有血液进入注射器。

  4.心脏取血法

    将家兔固定于兔台上,或由助手在坐位将家兔以站立位固定,剪去胸部被毛,常规消毒。术者在胸骨左侧34肋间摸到心尖搏动,在心搏最明显处作穿刺点;右手持注射器,将针头插入肋间隙,在左手触摸到心跳的配合下,垂直刺入心脏,当持针手感到心脏搏动时,再稍刺入即到达心腔。每次抽血量2025ml。针头宜直入直出,不可在胸腔内左右探索。拔针后棉球压迫止血。

    家兔颈动静脉和股动静脉取血法与大鼠相同,均需作相应的血管分离手术。

  (三)豚鼠

   1.心脏取血法

    豚鼠心脏取血法与家兔基本相同。取血量可根据需要,采集部分血57ml,采集全部血1520ml

   2.背中足静脉取血法

    助手固定动物,将后肢膝关节拉直。术者可从动物脚背面找到背中足静脉,常规消毒后,左手拉住豚鼠趾端,右手持注射器穿刺,抽血后立即用纱布或棉球压迫止血。反复取血可两后肢交替使用。

   (四)狗

 1.心脏取血法

    狗心脏取血方法与家兔相同。可抽取较多的血液。

2.小隐静脉和头静脉取血法

    小隐静脉从后肢外踝后方走向外上侧,头静脉位于前肢脚爪上方背侧正前位。剪去局部背毛。助手握紧腿,使皮下静脉充盈。术者按常规穿刺即可抽出血液。

3.颈静脉取血法

    狗以侧卧位固定于狗台上,剪去颈部背毛,常规消毒。助手拉直颈部,头尽量后仰。术者左手拇指压住颈静脉入胸腔处,使颈静脉怒张。右手持注射器,针头与血管平行,从远心端刺入血管。颈静脉在皮下易滑动,穿刺时要拉紧皮肤,固定好血管。取血后棉球压迫止血。

4.股动脉取血法

麻醉狗或清醒狗背位固定于狗台上。助手将后肢向外拉直,暴露腹股沟,剪去背毛,常规消毒。术者左手食指与中指触摸动脉搏动部位,并固定好血管;右手持注射器,针头与皮肤呈45°角,由动脉搏动最明显处直接刺入血管,抽取所需血液量。取血后需较长时间压迫止血。

    二、实验动物的处死方法

    (一)颈椎脱臼

    颈椎脱臼常用于小白鼠,术者左手持镊子或用拇指、食指固定鼠头后部,右手捏住鼠尾,用力向后上方牵拉,听到鼠颈部喀嚓声即颈椎脱位、脊髓断裂,鼠瞬间死亡。

    (二)断头、毁脑

    断头、毁脑常用于蛙类。可用剪刀剪去头部,或用金属探针经枕骨大孔破坏脑和脊髓而致死。大鼠和小鼠也可用断头法处死,术者需戴手套,两手分别抓住鼠头与鼠身,拉紧并暴露颈部,由助手持剪刀,从颈部剪断鼠头。

    (三)空气栓塞

    术者用50lOOml注射器,向静脉血管迅速注入空气,气体栓塞血管而使动物死亡。使猫与家兔致死的空气量为1020mi,狗为70150mi       

          

                  第五节 急性动物实验的基本操作技术

 

            一、实验常用手术器械

     机能实验常对动物进行手术,因此识别和正确使用各种手术器械,既关系到操作能力的培养和实验的成败,也为今后完成动物外科打下基础。现将常用的手术器械种类及使用简述如下(图3-11)。

 

 

3-11  常用的手术器械

   

(一)剪刀

    1.手术剪(组织剪) 有直、弯两型,又分圆头和尖头两种。手术剪用于剪肌膜、浅筋膜、神经和血管等软组织;也可用于剪手术线。正确的执剪姿式如图(图3-12)。

2.眼科剪  多用于剪较小范围内的神经和血管等软组织。禁止剪线、毛发及坚韧的结构。

3.粗剪刀(普通剪刀)  可用于剪皮肤,蛙类骨骼与肢体等较坚韧的结构,或在实验中作杂用。

          图3-12 执剪姿式                

 

(二)手术刀

 生理学实验用于切开皮肤、骨膜和器官等。使用时,可根据操作的要求,选用适当的执刀手法(图3-13)。

 

 

                          图3-13  执刀方法

                                           a.执弓式;b.执笔式;c.握持式;d.反挑式

   

    三)止血钳

    止血钳分直钳与弯钳及大、中、小号规格,又分有齿和无齿两类。有齿的用于夹持皮肤,无齿的除用于止血外,也用于分离皮下组织、肌肉和腹膜等。   

正确的执钳姿式是:以一手的拇指和无名指分别插套在止血钳的两个握环内,中指紧靠在无名指前的环柄上,食指贴压在止血钳关节的开合处作依托,以便准确地改变和控制止血钳尖端的用力方向、角度、力量和稳定性。

    四)手术镊

手术镊有圆头与尖头、有齿与无齿、大与小多种规格。有齿镊用于夹持皮肤、韧带等坚韧的的组织。无齿镊用于夹持较脆弱的组织,如血管、神经、粘膜等。另有一种较小的眼科镊,用于夹持细微结构的软组织。正确的执镊姿式如(图3-14)。

 

         

 

3-14  执镊姿式

 

    (五)持针器

持针器用于夹持缝合针的近尾端1/3处。

(六)咬骨剪与咬骨钳

咬骨剪与咬骨钳用于打开颅腔、骨髓腔和暴露脊髓时咬剪骨质,以及开胸时修剪肋骨的断端。

    七)颅骨钻

    颅骨钻用于开颅时钻孔。             

    (八)其它                                   

    1.刺蛙针  用于破坏蛙的脑和脊髓。    

2.玻璃分针  用于分离神经,血管和肌肉等。            

    3.锌铜弓(叉)  用于对蛙类的神经和肌肉标本施加刺激,以检查其兴奋性。

    4.蛙心夹  使用时,以其尖端在蛙心舒张期夹住心尖处,其尾端环孔借手术线连接于张力换能器或描记杠杆上,用于描记蛙心的舒缩活动。

    5.蛙板  用于固定蛙类,以便解剖操作。中央有2cm孔的小蛙板,用于蛙类的微循环观察。

    6.厚玻璃板  在剥去皮肤后的蛙类神经和肌肉标本制作时使用。

    7.动脉夹  用于血管插管前阻断动(静)脉血流。

    8.动脉插管  用于急性动物实验时直接描记动脉血压。使用时将其中先注满肝素等抗凝剂,以保持实验中插管内无血凝块堵塞;以其有斜面的乳头经血管剪口处插入动脉,另一端开口借橡皮管连接于压力换能器或水银检压计以测量和记录血压变化。插管插入动脉后将其用手术线结扎固定于血管上,并保持插管在实验中始终与血管平行,以免其乳头刺破血管。

    9.气管插管  用于实验中保持动物呼吸通畅。使用时先在气管上剪一倒“T”字形剪口,然后将其有斜面的一头朝肺的方向插入气管中,用手术线将其结扎固定于气管上防止滑出,并保持其在实验中始终与气管平行,以免阻塞呼吸。

───────────────────────────────    附注:

    1.蛙类手术器械:粗剪刀、组织剪、眼科剪、组织镊、眼科镊、刺蛙针、锌铜弓、蛙崐心夹、蛙板各一,玻璃分针2支,图钉4枚,丝线1卷。

2.哺乳类动物手术器械:手术刀、粗剪刀、组织剪、组织镊、眼科镊、眼科剪各一,崐直止血钳、弯止血钳、蚊氏止血钳各二,气管插管,玻璃分针,缚绳,丝线。

 

    二、实验基本操作技术

(一)插管术

    1.气管插管术   在急性实验中为了保持呼吸通畅常需做气管插管术。其方法是在喉部下1cm处,沿颈前部正中线作一适当长度的皮肤切口(兔4cm左右即可,狗可以稍长些)。用止血钳将颈前正中的肌肉分向两侧,暴露出气管;再分离气管周围的结缔组织,使气管游离出来,在气管下方穿一根粗棉线。于甲状软骨下13cm处横切气管软骨环,再用剪刀沿正中线向头端剪开气管约1cm长,使气管切口呈倒“T”形。然后迅速、轻巧地将气管插管向肺方向插入气管内,用事先穿好的粗棉线,在切口下方将插管与气管结扎,同时将线固定于插管交叉处,以防止插管滑出。(图3-15

    插管后,如动物突然出现呼吸急促,常提示气道内有血液或血块堵塞,应迅速拔出插管,去除堵塞物重插。实验中应始终保持气管插管与气管走向平行。

 

 

 3-15  气管插管术          

 

    2.动脉插管术  生理学实验常进行的是颈总动脉插管,具体步骤是:①按神经和血管分离术的方法游离出颈总动脉。②血管下放置二根丝线,一根在血管远心端结扎,一根置于动脉夹与结扎点之间备用。③用动脉夹在血管近心端(结扎点下方2cm处)夹闭血管。④眼科剪在近结扎点稍下方剪一斜形切口,约剪开管径的一半(图3-16)。⑤将充满抗凝剂(肝素生理盐水混合液)的动脉插管(动脉套管或塑料导管)插入动脉,用备用丝线结扎固定。⑥检查动脉插管与检压装置(水银检压计或压力换能器)是否密闭无漏液后,放开动脉夹,血液进入插管,即可进行实验。

        

3-16  动脉插管术

  

 3.输尿管插管术   输尿管插管是引流尿液的方法之一,其操作步骤是:①动物常规麻醉、固定、气管插管。②下腹部剪毛,耻骨联合上缘正中线切开皮肤4cm,沿腹白线剪开腹壁,暴露膀胱。③用手轻轻将膀胱拉出腹腔,反转膀胱暴露膀胱三角,于膀胱三角辨别输尿管(注意与输精管、输卵管区别,前者直后者弯曲),用玻璃分针将输尿管周围组织分离干净,分离输尿管约2cm。④于输尿管下方穿二根丝线,将近膀胱端的输尿管用一丝线结扎,另一丝线备用。⑤一手小指挑起输尿管,眼科剪于结扎线处剪切输尿管一斜形切口;将充满生理盐水的细塑料管向肾脏方向插入输尿管内,用备用丝线结扎固定。⑥调整、固定插管,使其与输尿管保持同一走向,防止插管尖端翘起成夹角,影响尿液的流出(图3-17)。

 

 

 

                3-17  兔输尿管插管术  

   

 4.破坏蛙类脑与脊髓的方法   用蛙类进行生理实验,应首先破坏其脑和脊髓,其操作步骤是:①左手握住动物,食指将头部前端压住(图1-16)。②用刺蛙针沿正中缝从前向后滑动至落空感,刺蛙针处见一凹陷,此为枕骨大孔。③然后将刺蛙针垂直刺入枕骨大孔内,针尖斜向前伸入颅腔左右搅动,捣毁脑组织。④再将刺蛙针退回枕骨大孔处(不要退出孔外),针尖转向后方插入脊锥管上下搅动,捣毁脊髓。当二后肢突然僵直,随即松软

 

3-18  破坏蛙类脑与脊髓的方法

 

5.神经和血管分离术   生理学实验常进行的是颈部神经和血管的分离,分离步骤是:①按气管插管术切开颈前部皮肤和分离皮下组织、肌肉。②颈总动脉、迷走神经、交感神经及减压神经位于气管外侧的动脉鞘内,一手拇指和食指捏住切口皮肤,将动脉鞘组织顶起,辨别清各组织(兔颈部神经血管分布见图1-17)后, 一手持玻璃分针沿神经、血管的走向分离动脉鞘膜。③打开动脉鞘后,捏持皮肤的手不放松保持各组织的自然位置,以先分离细小后粗大组织的顺序,依次分离出各组织(其长度约2cm),每分离出一条组织便在其  下方穿一根生理盐水湿润的彩色丝线,以便识别和实验操作。神经和血管都是比较娇嫩、易受损伤的组织。因此,在分离过程中要耐心、仔细、动作轻柔,切不可用手术刀、剪刀或带齿的镊子进行剥离,也不能用止血钳或镊子夹持,以免损伤其结构和机能。分离时,应沿神经血管的走向分离;遇到血管分支时,应结扎后剪断,以防出血。

 

 3-19兔颈部神经血管分布

 

 第六节   急 救措 施   

   

动物实验过程中,可因麻醉药过量、出血过多、分泌物或血块堵塞气管造成窒息以及某种药物原因引起动物血压、呼吸不规则等现象,此时应立即进行急救处理措施。

急救处理措施首先要迅速排查原因,并中断诱因(如止血、停药、排除分泌物等),然后对症实施急救措施。

   一、呼吸、心跳(血压)的改变

    动物实验过程中,需密切观察实验动物的呼吸、心跳及血压的变化,一者它们是实验反应的数据指标,二者是实验动物状态的主要指征。尤其对呼吸的观察,因为动物的死亡首先是呼吸的停止。

  (一)诱发原因

引起呼吸、心跳改变的常见原因有:

    1.麻醉给药速度过快或过量:实施静脉给药麻醉,可因给药速度过快或过量导致呼吸停止。因此,为防止麻醉剂过量,注射速度一定不要过快,严密观察动物状况,若需追加麻醉剂,一次不宜超过总量的15

    2.气道不畅或堵塞:常见于麻醉后,因为气管分泌物增多或气管切口的出血凝块堵塞气管,动物呼吸不规则、呼吸困难甚至引起的窒息。

    3.大失血:如因大动脉插管的松脱所造成的大失血。

    4.实验药物的作用:如静脉注射乙酰胆碱过量或动物对其反应过强,引起心搏减弱减慢,继而出现呼吸、心跳的停止。

   (二)急救措施

     1.中断排除诱因:根据排查的诱因,迅速中断排除诱因。如应用棉签清除干净气管、气管插管内的分泌物及血凝块。必要时拔出气管插管冲洗后再行气管插管术。

     2.根据下列不同情况采取相应的急救措施:

   1)呼吸极慢、不规则,但心跳正常时:给予人工呼吸-压胸法,适当给予苏醒剂。

   2)呼吸停止仍有心跳时:①实施人工呼吸,必要时可使用人工呼吸机或吸氧(吸入气中0295%,C025%);②注射50%葡萄糖液5lOml;③给肾上腺素及苏醒剂。

   3)呼吸、心跳均停止时:用l10000肾上腺素溶液心内注射,其余同(2)。

    二、大失血

    (一)诱发原因

    大失血的诱发原因多因动脉插管结扎不牢、动物挣扎,导致大动脉插管的松脱,引起大失血,或在进行动脉插管术时,因未放置动脉夹或动脉夹夹闭不全而剪切动脉,引起大失血。

    (二)急救措施

     1.立即止血:当发现大失血,应迅速手指压迫或捏住出血处(尽量不要用止血钳,以防损伤动脉和神经),然后仔细检查分离出血点,于近心端放置动脉夹,再行动脉插管术。

     2.补充血容量:若失血太多,适当加快输液(生理盐水)速度,增加血容量。

     3.注射强心剂:必要时静脉注射110000肾上腺素0.5ml

    

 

 

 

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